کاهش زیستی آلومینیوم از محیط زیست با استفاده از گیاه لیسیانتوس

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه علوم گیاهی دانشگاه تربیت مدرس ،تهران ،ایران

2 گروه علوم گیاهی دانشگاه تربیت مدرس ، تهران ،ایران

چکیده

آلومینیوم فلزی سه ظرفیتی است که با توجه به فراوانی آن در پوسته زمین یکی از معضلات عمده محیط زیست است و نیز با تبدیل شدن به کاتیون Al3+ در خاک­های اسیدی، یک عامل اساسی در کاهش تولید محصولات کشاورزی در این خاک­هاست. آلومینیوم درآب ،هوا و خاک اطراف ما وجود دارد. مصرف آلومینیوم به صورت آ نتی اسید و داروهای دارای هیدروکسید آلومینیوم،حضور آن در آب آشامیدنی و مصرف غذایی آن بسیار رایج است واز طرفی می­تواند عامل بروز بیماری­هایی مثل آلزایمر، پوکی استخوان، فقر کلسیم، از دست دادن حافظه و غیره باشد. شناسایی گیاهانی که بدون سمیت نسبت به این عنصر قادر به جذب مقادیر بالایی از آن هستند می تواند گام موثری در پالایش خاک وآب از این عنصر در نظر گرفته شود. هدف از تحقیق حاضربررسی توان جذب آلومینیوم توسطگیاه لیسیانتوس در کشت هیدروپونیک می­باشد. به این منظور گیاهچه­های لیسیانتوس در شرایط کشت هیدروپونیک تحت تیمار 4 غلظت400، 600، 800 و1200 میکرومولار آلومینیوم به مدت 10 روز قرار گرفتند. نتایج حاکی از عدم افزایش معنی­دار هیدروژن پروکسید و افزایش قدرت جاروب کنندگی آنیون سوپراکسید در ریشه به عنوان شاخص­های تنش بود. همچنین افزایش معنی­دارقدرت احیا کنندگی آهن (FRAP) در گروه تیمار شده با آلومینیوم نسبت به گروه شاهد مشاهده شد که حاکی از قدرت آنتی اکسیدانی بالای گیاه لیسیانتوس در مقابل آلومینیوم می­باشد. این نتایج پیشنهاد می­کند که می­توان از گیاه لیسیانتوس برای کاهش غلظت آلومینیوم در محیط استفاده نمود.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Bioreduction of environmental Al by Lisianthus plant

نویسندگان [English]

  • Faeze Ghanati 1
  • Zeynab Hashemi 2
1 Department of Plant Biology, Faculty of Biological Science, TarbiatModares University, Tehran, Iran.
2 Department of Plant Biology, Faculty of Biological Science, TarbiatModares University, Tehran, Iran.
چکیده [English]

Aluminum is a trivalent metal which due to its abundance in the earth's crust is one of the major environmental problems.Cation Al3+ in acidic soils is a key factor in the decline of agricultural production. Abundance of Al in water, air and soil around us results in its uptake and accumulation in the body. Aluminum consumption in the form of antacids and drugs with aluminum hydroxide, Al presence in drinking water and food consumption for baking powder or cheeses is very common. On the other hand may also cause diseases such as Alzheimer's, osteoporosis, calcium deficiency, acute neurological disease, anemia, headache, decreased kidney function and bladder, slurred speech and loss of memory.  Identifying plants bearing the ability to absorb high amounts of Al and continuous growth without toxicity can be considered as an effective step in refining the soil and water from this element. The aim of this study is the investigation on the Al uptake capacity of Lisianthus aluminum in a hydroponic system. For this purpose, Lisianthus seedlings in hydroponic culture were treated with 400, 600, 800 and 1200 µM of Al for 10 days. The results showed no significant increase in superoxide anion and hydrogen peroxide as an indicator of stress in the roots. As well as the punctual increase iron regenerative power (FRAP) in the group treated with aluminum compared to the control group suggesting a high antioxidant power Lisianthus against aluminum. . The results suggest that Lisianthus can be used to reduce the concentration of Al in the environment.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Aluminum
  • Antioxidant system
  • drinking water
  • Lisianthus
  • Oxidative stress

آلومینیوم (Al)سومین عنصر فراوان بعد از اکسیژن و سیلیکون می­باشد که %8 پوسته­ی زمین را تشکیل می­دهد. آلومینیوم یکی از فراوانترین فلزات آلوده کننده آب،خاک و زنجیره­ی غذایی است و تهدیدات جدی برای سلامتی انسان و محصولات کشاورزی دارد.با افزایش استفاده از کود­های آمونیومی، تجمع مواد آلی و باران­های اسیدی، اسیدیته خاک و به دنبال آن آلومینیوم محلول در محیط رو به افزایش است،
به­همین سبب توجه به سمیت آلومینیوم از اهمیت ویژه­ای برخوردار است.افزایش محلولیت آلومینیوم در خاک وابسته به اسیدی شدن خاک است که باعث شستشوی یون­های فلز قلیایی خاک و کاهش pHمحلول خاک می­شود.یکی از نشانه­های بارز سمیت آلومینیوم در گیاهان مهار رشد ریشه می­باشد]4]. دیواره سلولی یکی از مکان­های اصلی ایجاد سمیت و سمیت زدایی فلزات سنگین است که با این فلزات اتصال برقرار می­کند [1].مکانیسم سمیت آلومینیوم به طور کامل مشخص نیست با این حال گزارش های زیادی نقش آن را در تولید گونه های فعال اکسیژن مولکولی(ROS) و ایجاد تنش اکسیداتیو تایید می کند.ROSها اصولا به عنوان مولکول­های پیام رسان در گیاه سنتزمی­شوند و در تنظیم نمو و پاسخ­های دفاعی به پاتوژن­ها دخیل هستند، اما تولید بیش از اندازه آن­ها بر متابولیسم سلول تأثیر می­گذارد. در واقع تنش­های زنده و غیرزنده می­توانند سطح سنتز ROS­ها را افزایش دهند. فلزات و از جمله آلومینیوم به عنوان کاتالیز کننده در تولید ROS­ها و القای تنش اکسیداتیو نقش دارند[20].انواع مختلفی از سیستم­های دفاعی آنتی­اکسیدانی در سلول­ها وجود دارد که قادر به جاروب کردن ROS­ها هستند. اما تعادل بین تولید و جاروب کردن ROS­ها با عوامل محیطی ناسازگار برهم می­خورد که سمیت آلومینیوم یکی از این عوامل می­باشد [13].در برخی گیاهان تجمع دهنده آلومینیوم نظیر چای، تیمار با این یون سبب بهبود روند رشد گردید[12و15]. بررسی­های انجام شده بر روی کشت سلول چای و نیز قلمه­های ریشه دار شده این گیاه نشان داده است که عدم سمیت چای و حتی تحریک رشد آن با این یون ممکن است به علت تاثیر مثبت آلومینیوم در افزایش کارایی سیستم ایمنی و افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان باشد[7]. گیاه لیسیانتوس علاوه بر اهمیت اقتصادی- تجاری، به دلیل مقاومت به گرما و پاتوژن نیز مورد توجه است. اما بهبود رشد این گیاه در حضور فلز سمی آلومینیوم، موضوعی است که به تازگی به آن پرداخته شده و در عین حال اهمیت این گیاه زینتی را دو چندان نموده است.هدف از تحقیق حاضر با هدف بررسی میزان جذب غلظت­های مختلف آلومینیوم در گیاه کامل و زیتوده خشک گیاه و تاثیر آن بر برخی پارامترهای سیستم آنتی اکسیدان انجام گرفت.

 

مواد و روش ها

کشت گیاه و اعمال تیمار

گیاهچه­های جوان و ریشه­دار لیسانتوس واریته ایندیکا از بازار گل و گیاه شهرستان اصفهان تهیه شد. گیاهچه­ها با آب جاری شسته و به مدت 3 دقیقه در محلول پرمنگنات پتاسیم ضد عفونی سطحی شدند. سپس به محلول غذایی تغییر یافته هوگلند 4/1
(pH 6) با فرمول زیر منتقل و هوادهی شدند: (مقادیر بر حسب میلی مول):

Ca(NO3)2.4H2O2, 2.5; KNO3, 2.5; MgSO4.7H2O2, 1; KH2PO4, 0.5

(مقادیر بر حسب ppm):

Fe-EDTA, 3; H3BO3, 0.5; Mn(MnCl2), 0.5; Zn(ZnCl2), 0.05; Cu(CuCl2.H2O2), 0.02; Mo(Na2MoO4), 0.02

 

گیاهچه­ها به مدت 14 روز در این محیط نگهداری شدند و به منظور سازگاری گیاهان با شرایط هیدرو پونیک و خروج مواد جذب شده قبلی از خاک یکبار محیط تعویض می­شد. رشد گیاهان در اتاق رشد با دمای  °C3±27 و دوره نوری 16 ساعت نور و 8 ساعت تاریکی، دانسیته­ی نوری فتوسنتزی µMS-1m2 151انجام شد.  به­منظور تعیین تاثیر زیتوده خشک و کاه کلش گیاه لیسیانتوس در جذب آلومینیوم، گل­های شاخه بریده لیسیانتوس از همان واریته­ی ایندیکا از گل فروشی تهیه شد.

گیاهچه­های 6 ماهه لیسیانتوس تحت تیمار آلومینیوم (به شکل AlCl3) در غلظت­های 400، 600، 800، 1200 میکرومولار قرار گرفتند. تعیین میزان غلظت آلومینیوم بر اساس نتایج تحقیقات

قبلی و منابع موجود صورت گرفت [2و3]. تیمار دهی با آلومینیوم به مدت 10 روز انجام شد و سپس نمونه­های شاهد و تیمار شده (هریک با سه تکرار) برداشت شدند. پس از شستشو با آب مقطر، ساقه و ریشه قلمه­ها از محل یقه گیاه جدا شده و پس از انجماد با نیتروژن مایع تا زمان انجام آنالیز­های بیوشیمیایی در فریزر با دمایC °80- نگهداری شدند. به­منظور تعیین تاثیر زیتوده خشک و کاه­کلش گیاه لیسیانتوس در جذب آلومینیوم، توده­های 5گرمی از قسمت­های مختلف گلبرگ، برگ و ساقه­ی گل­های شاخه بریده در پارچه­های تنظیف پیچیده شد و در جار­هایی محتوی 250 میلی لیتر محلول آلومینیوم کلرید با غلظت­های 400 و 1200 میکرومولار قرار گرفتند. نمونه­های شاهد هم زمان در آب دیونیزه با pH 7 شناور شدند. تیمار دهی به مدت 10 روز انجام و هریک از نمونه­های شاهد و تیمار شده (هریک با سه تکرار) برداشت و با آب دیونیزه شستشو داده شده و بعد از انجماد با نیتروژن مایع در فریزر C°80– نگهداری شد. آب دیونیزه حاصل از شستشو و محلول درون جارها هرکدام تغلیظ و تا زمان انجام آنالیز­ها نگهداری شد. آنالیز­های بعدی بر روی نمونه­ها نیز در سه تکرار مستقل صورت گرفت.

 

سنجش­های بیوشیمیایی

به­منظور سنجش H2O2 ،100میلی­گرم از نمونه­های منجمد در 2 میلی لیتر تری کلرو استیک اسید 1/0 درصد در هاون روی یخ ساییده شد. سپس نمونه­ها در 12000 دور و به مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شدند. 1 میلی­لیتر از بخش روشناور حاصل با 1 میلی­لیتر از بافر فسفات پتاسیم (10 میلی مولار ،7pH ) و 2 میلی­لیتر پتاسیم یدید (KI) یک مولار مخلوط و جذب آن در طول موج 390 نانومتر تعیین شد. مقدار هیدروژن پراکسید با استفاده از منحنی استاندارد محاسبه گردید [19].

به­منظور سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز400 میلی­گرم از نمونه­های منجمد شده در 3 میلی لیتر بافر (Tris-maleat) 50 میلی مول) 6 pH) ساییده و با دور g ×12000به مدت 20 دقیقه سانتریفیوژ شد (مراحل فوق در 4 درجه سانتی­گراد انجام شد). به دنبال مراحل استخراج، بخش روشناور حاصل برای سنجش پراکسیداز محلول (SPO) استفاده شد. مخلوط واکنش (3 میلی لیتر) شامل بافر فسفات پتاسیم 60 میلی مولار (1/6pH )، 28 میلی مولار گایاکول و 5 میلی مولار پراکسید هیدروژن و عصاره آنزیمی بود. جذب نوری در 470 نانومتر به مدت یک دقیقه اندازه گیری شد. فعالیت آنزیم بر حسب تغییرات جذب به نسبت میلی گرم پروتئین عصاره بیان شد [6].

جهت سنجش قدرت احیا کنندگی آهن  100 میلی­گرم از نمونه با 3 میلی­لیتر متانول مطلق روی یخ همگن شد. پس از سانتریفیوژ (g ×1200، 20 دقیقه)، 5/2 میلی­لیتر از عصاره با 5/2 میلی­لیتر بافر سدیم فسفات(M 2/0،6/6pH ) و 5/2 میلی لیتر محلول پتاسیم فریک سیانید 1 درصد مخلوط شد و به مدت 20 دقیقه در حمام آب گرم 50 درجه سانتی­گراد قرار گرفت. سپس به محلول، 5/2 میلی­لیتر تری کلرو استیک اسید 10 درصد اضافه و در سانتریفیوژ
g × 12000دور به مدت 20 دقیقه (مراحل فوق در 4 درجه سانتی­گراد انجام شد) گذاشته شد. در پایان 5 میلی لیتر از محلول رویی، 5 میلی لیتر آب دیونیزه و 1 میلی لیتر فریک کلرید (FeCl3) 1/0 درصد مخلوط و جذب در طول موج 700 نانومتر تعیین شد.

برای سنجش توان جاروب کنندگی رادیکال آنیون سوپراکسید روش تولید آنیون سوپراکسید به وسیله پیروگالل استفاده شد. به این منظور 100 میلی­گرم از نمونه را روی یخ با 3 میلی­لیتر بافر تریس-HCl (mM50،5/7pH ) ساییده و سپس به مدت 20 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی­گراد در 12000 دور سانتریفیوژ گردید. محلول رویی را برداشته و با بافر به حجم 3 میلی­لیتر رسانده و بعد از این،50 ماکرولیتر پیروگالل (mM50 در HClmM10) اضافه شد. جذب در دو نوبت، بعد از اضافه شدن پیروگالل و 5 دقیقه بعد از آن، تعیین شد. همه مراحل یکبار بدون حضور عصاره نمونه به­عنوانAo که معرف سرعت اتواکسیداسیون پیروگالل است، انجام شد. درصد جاروب کنندگی رادیکال­های آنیون سوپر اکسید طبق فرمول زیر محاسبه شد [14].

 (A1A2) ]100AₒₒA]

 

برای جداکردن محتوای آلومینیوم سیم پلاستی و آپوپلاستی، 200 میلی گرم از نمونه­های ریشه برداشته و با 3 میلی لیتر آب دیونیزه ساییده شد. سپس نمونه­ها در سانتریفیوژ با g ×12000 دور به مدت 20 دقیقه قرار داده شد. بخش روشناور به ­طور کامل درون کروزه­های چینی منتقل و تا تبخیر کامل بر روی هیتر با دمای 200 درجه سانتی گراد قرار داده شد. سپس به هر کدام از کروزه­ها 5 میلی لیتر HCl یک نرمال

اضافه و تا زمان تعیین محتوای آلومینیوم نگهداری شد.

رسوب بدست آمده بعد از سانتریفیوژ نیز، درون کروزه­های چینی قرار گرفته و در داخل کوره ابتدا دو ساعت در دمای 350 و سپس 2 ساعت در دمای 550 درجه سانتی­گراد خاکستر شدند. پس از سرد شدن به این نمونه­ها نیز، 5 میلی لیتر HClیک نرمال اضافه و تا زمان تعیین محتوای آلومینیم نگهداری شدند.

سنجش محتوای آلومینیوم از طریق وزن کردن 200 میلی­گرم از برگ، ریشه و همچنین زیتوده خشک نمونه­های گیاهی شاهد و تیمار شده در کروزه­های چینی انجام شد و در داخل کوره ابتدا دو ساعت در دمای 350 و سپس 2 ساعت در دمای 550 درجه سانتی­گراد خاکسترشدند. پس از سرد شدن به نمونه­ها یک میلی­لیتر از مخلوط آب مقطر- HCl یک نرمال اضافه شد. سپس نمونه­ها در حمام شن در دمای 110 درجه سانتی­گراد قرار گرفته و پس از خشک شدن، 5 میلی­لیتر HClیک نرمال افزوده شد. میزان آلومینیوم نمونه­ها با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه­گیری شد. مخلوط واکنش شامل 5 میلی­لیتر بافر سدیم استات (M 1،2/5pH )، 5/0 میلی­لیتر DTAB (Dodecyl trimethyl ammonium bromide) 1میلی مولار، 5/1میلی لیتر ECR (Eriochrome Red) 4/0 میلی مولار و 1 میلی لیتر از نمونه­ها به حجم نهایی 25 میلی لیتر با آب دیونیزه رسانده شد. بعد از ورتکس جذب نمونه­ها در طول موج 584 نانومتر خوانده شد.
نمونه­های استاندارد آلومینیوم در غلظت­های (700-100)ماکرومولار تهیه شد.

5/0 گرم از ریشه­های تیمار شده در 4 غلظت ذکر شده و همچنین از نمونه­های شاهد به مدت 5 ساعت در 15 میلی لیتر آب دوبار تقطیر قرار داده شد. بعد از برداشت نمونه­ها آب باقی مانده تغلیظ و مقدار آلومینیوم آن با روش اسپکتروفتومتری تعیین شد تا مقدار آلومینیوم واجذب شده از ریشه­ها اندازه­گیری شود.

به منظور اندازه­گیری  pHبه کمک pH متر ((DIGITALPHMETER,FANAZMAGOSTAR مدلpH, (PM12)  آب جارهای حاوی فیلتر در سه نوبت، ابتدای آزمایش-روز پنجم و روز دهم اندازه­گیری شد.هم چنین برای اندازه­گیری هدایت الکتریکی (Electroconductivity) با استفاده از دستگاهConductivity meter PT-20(Sartariusgermany)، EC زیتوده خشک فیلترها در زمان تیمار دهی
اندازه­گیری شد.

 

آنالیزهای آماری

کلیه آنالیزها با سه تکرار مستقل انجام گرفت. به منظور تحلیل داده­ها و رسم نمودارهای مربوطه از
نرم­افزار SPSS, Excel  و آنالیز واریانس (ANOVA) استفاده شد و اختلاف میانگین داده­ها با LSD مقایسه شد. میزان معنی دار بودن یا نبودن اختلاف­ها در سطح 05/0 ≥p بررسی شد.

 

نتایج

محتوای H2O2

مقدار هیدروژن پراکسید ریشه در تیمار سه غلظت اول کاهش معنی­دار، ولی در غلظت µM  1200در مقایسه با گروه شاهد 73 درصد افزایش مشاهده شد (شکل1).

میزان H2O2 اندام هوایی تنها در غلظت  µM 400، 23 درصد افزایش نشان داده و در سایر غلظت­ها تفاوت معنی­داری در مقایسه با گروه شاهد گزارش نشد (شکل2).

 

شکل1:تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200µM) بر محتوای هیدروژن پروکسید ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P می­باشد.

 

شکل2: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای هیدروژن پروکسید اندام هوایی در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

فعالیت آنزیمPO

فعالیت پراکسیداز ریشه در گروه­های تیمار کاهش معنی­داری نسبت به گروه شاهد نشان داده و کمترین فعالیتمربوطمی­شود بهغلظت µM600 که 95 درصد نسبت به گروه شاهد کاهش داشته است (شکل3).

فعالیت آنزیم پراکسیداز اندام هوایی در غلظت µM 400، 8/2 برابر در مقایسه با گروه شاهد افزایش یافته اما در سایر غلظت­ها تفاوت معنی­داری نسبت به گروه شاهد مشاهده نشد (شکل4).

 

شکل3: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر فعالیت آنزیم PO ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

شکل4: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر فعالیت آنزیم PO اندام هوایی در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

احیا کنندگی آهن

قدرت احیاکنندگی آهن ریشه به جز در غلظت µM 800 که تفاوت معنی­داری با گروه شاهد نداشت در سایر غلظت­ها افزایش یافته و بیشترین میزان آن مربوط است به غلظت µM600 که 4/4 برابر گروه شاهد افزایش یافته است (شکل5).

در اندام هوایی گیاه لیسیانتوس تغییر معنی­داری در قدرت احیاکنندگی آهن درگروه­های مختلف تیمار شده با آلومینیوم در مقایسه با گروه شاهد ایجاد نشد (شکل6).

 

شکل5: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM) بر احیا کنندگی آهن ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

شکل6: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر احیا کنندگی آهن اندام هوایی در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

محتوای آنیون سوپراکسید

نتایج نشان داد که تیمار با غلظت µM 1200 تفاوت معنی­داری با گروه شاهد ندارد ولی در سایر غلظت­ها شاهد افزایش معنی­دار هستیم و بیشترین میزان مربوط می­شود به غلظت  µM 600 که 5/2 برابر گروه شاهد افزایش یافته است (شکل 7).

در اندام هوایی نمونه­های تیمار شده به جز در غلظت 600 با 02/1 برابر افزایش، سایر غلظت­ها در مقایسه با گروه شاهد تفاوت معنی­داری نشان ندادند(شکل8).

 

شکل7: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای آنیون سوپر اکسید ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت
معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

 

شکل8: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM) بر محتوای آنیون سوپر اکسید اندام هوایی در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

مقدار جذب آلومینیوم

مقدار جذب آلومینیوم در ریشه

نتایج حاصل از سنجش میزان آلومینیوم در گیاهان تیمار شده و گیاهان شاهد بیانگر روند افزایشی محتوای آلومینیوم ریشه پس از قرارگیری آن در معرض غلظت­های مختلف آلومینیوم می­باشد. این افزایش جذب ریشه از لحاظ آماری معنی­دار بود و بیشترین میزان آن در غلظت µM 1200 با 17/1 برابر افزایش، مشاهده شد (شکل9).

 

مقدار جذب آلومینیوم

مقدار جذب آلومینیوم در اندام هوایی

اندازه­گیری محتوای آلومینیوم اندام هوایی گیاهان تیمار شده نشان داد انتقال آلومینیوم از ریشه به اندام هوایی گیاه متناسب با جذب آن در ریشه نبوده و لذا تفاوت میزان آلومینیوم در اندام هوایی در مقایسه با گروه شاهد معنی­دار نبود (شکل9)

 

 

شکل9: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای آلومینیوم ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

 

شکل10: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای آلومینیوم اندام هوایی در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت
معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

مقدار جذب آلومینیوم سیم پلاستی و آپوپلاستی

نتایج نشان می­دهد با افزایش غلظت آلومینوم تیمار، میزان جذب آن نیز در آپوپلاست ریشه افزایش یافته و این میزان نسبت به گروه شاهد معنی­دار است (شکل 11).

مقدار آلومینیوم اندازه­گیری شده در سیم پلاست ریشه به جز در غلظت 1200 ماکرومولار با 68 درصد افزایش، در مابقی غلظت­ها تغییر معنی­داری با گروه شاهد نشان نداد (شکل12).

شکل11: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای آلومینیوم آپوپلاستی ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

 

شکل12: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای آلومینیوم سیم پلاستی ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

مقدار آلومینیوم زیتوده خشک

محتوای آلومینیوم جذب شده در دو غلظت 400 و 1200 ماکرومولار در مقایسه با گروه شاهد افزایش

نشان داد و این افزایش معنی­دار بود (شکل13).

 

شکل13: تاثیر تیمارAl (400,1200 µM)  بر محتوای آلومینیوم زیتوده خشک در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

مقدار آلومینیوم واجذب شده از ریشه

نتایج حاکی از آن است که ریشه­های مورد بررسی نه تنها در زمان مورد نظر واجذبی نداشتند بلکه همچنان به جذب آلومینیوم در آب ادامه داده­اند. محتوای آلومینیوم آب حاوی ریشه­های تیمار شده کمتر از آب حاوی نمونه شاهد می­باشد (شکل14).

شکل14: تاثیر تیمارAl (400,600,800,1200 µM)  بر محتوای واجذب آلومینیوم ریشه در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

تغییراتpH

روند تغییرات pH در طول ده روز تیمار در هردو گروه شاهد و تیمار رو به کاهش بوده است که در گروه تیمار و به خصوص در غلظت µM1200 این کاهش محسوس تر است. در گروه شاهد pH از 7 به 7/5 رسیده در حالی­که در غلظت µM  1200، pH از 7 به 7/3 تغییر کرده است (شکل15).

 

 

شکل15: تاثیر تیمارAl (400,1200 µM)  بر pH آب حاوی فیلترهای زیتوده خشک در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت
معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

تغییر میزان هدایت الکتریکی (EC)

نتایج نشان دهنده افزایش میزان هدایت الکتریکی با افزایش غلظت محتوای آلومینیوم در طول تیمار نسبت به گروه شاهد است که در بیشترین میزان آن، 05/1 برابر افزایش، در مقایسه با گروه شاهد در غلظت  µM1200 مشاهده شد (شکل16).

شکل16:تاثیر تیمارAl (400,1200 µM)  بر EC آب حاوی فیلترهای زیتوده خشک در مقایسه با گروه شاهد. داده­ها میانگین سه تکرار و در هر گروه، حروف غیر یکسان نشان دهنده تفاوت
معنی­دار در سطح 05/0 P  می­باشد.

 

بحث:

گزارش­های متعدد نقش آلومینیوم را در تولید
گونه­ی فعال اکسیژن مولکولی (رادﻳﻜﺎل­ﻫﺎی آﻧﻴونﺳﻮﭘﺮاﻛسید ((O2.-، رادیکال هیدروکسیل (.OH) و هیدروژن پروکسید (H2O2) و ایجاد تنش اکسیداتیو تایید می­کند [5]. تولیدگونه­هایفعال اکسیژنسببپراکسیداسیونلیپیدهایغشا،تخریبپروتئین­هاونوکلئیکاسیدهامی­شود [10]. گیاهانبرایکاهشدادناثرمخربگونه­هایفعالاکسیژنمکانیسم­هایمتفاوتیدارند.ازجملهاینمکانیسم­هامی­توانبهسیستمدفاعآنتی­اکسیدانی (آنزیمی و غیر آنزیمی) اشارهکرد. آنزیمپراکسیدازنقشمهمیرادرجاروبکردنپراکسیدهیدروژنداردکهاینعملباکمکاسید آسکوربیکبهعنوانیکدهندهالکترونبرایاحیای پراکسیدهیدروژنبهآبصورتمی­گیرد [8].فعالیت SOD به تنهایی باعث افزایش پراکسید هیدروژن می­شود که برای سلول سمی است. در نتیجه تبدیل این ترکیب در مراحل بعدی ضروری می­باشد. در گیاهان این واکنش با فعالیت آنزیم­های کاتالاز و پراکسیداز و تبدیل H2O2 به آب کاتالیز شده ومانع از تولید رادیکال­های آزاد بیشتر توسط H2O2 می­شود [17].

سنجش قدرت احیاکنندگى در عصاره­ها ناشى ازاحیاى آهن 2 به آهن 3 با انتقال الکترون است. میزانکمپلکس آهن با اندازه­گیرى میزان تشکیل رنگ آبىپروس در 700 نانومتر قابل اندازه­گیرى استحضور عوامل احیاکننده (آنتىاکسیدان­ها) منجر به احیاىکمپلکس­هاىفرى­سیانیدوتبدیل آن­هابه فرمفروسمی­شودکهبستهبهظرفیتاحیاکنندگى عصاره­هاى مورد بررسى با تغییر رنگ محلول از زردبه درجات گوناگونى از رنگ­هاى سبز و آبى همراهاست[18]. افزایش جذب در این طول موج حاکى از افزایشقابلیتاحیاکنندگىاستورنگآبىایجاد شده باقدرتالکترون دهىآنتىاکسیدان­هاىموردآزمایش رابطةخطىدارد [9].

به دنبال القای تولید آنیون سوپر اکسید در اثر تنش آلومینیوم در گیاهان تحت تیمار، افزایش میزان جاروب کنندگی این رادیکال آزاد و همچنین قدرت احیا­کنندگی مشاهده شد. کاهش میزان پراکسید هیدروژن سبب کاهش فعالیت آنزیم پراکسیداز گردید اما افزایش SOD این کاهش را جبران نمود. در اندام هوایی، تغییرات معنی­داری در هیچ کدام از موارد یاد شده مشاهده نشد.

گیاهان استراتژی­های مختلفی را در رویارویی با عناصر سنگین در محیط خود اتخاذ می­کنند که از جمله آن می توان به تراوش و تجمع اشاره نمود. تراوش رایج­ترین استراتژی در گونه­های متحمل به عنصر است. اما تجمع در گونه­هایی که می­توانند در خاک­های فلزدار رشد کنند اتفاق می­افتد. در گیاهان انباشت کننده تجمع فلز در ریشه­ها بیشتر از اندام هوایی است [16]. طبق نتایج حاصله از بررسی حاضر با افزایش غلظت آلومینیوم از 400 تا 1200 میکرومولار،  تجمع این عنصر در ریشه­ها افزایش یافت در حالی­که در اندام هوایی در غلظت­های مختلف تفاوت معنی­داری با گروه شاهد دیده نشد. این نتایج نشان می­دهد که گیاه لیسیانتوس انباشت کننده آلومینیوم می­باشد. . نکته جالب این است که درریشه­ها میزان تجمع آلومینیوم بیشتر از برگ­ها است. نتایج نشان می دهد که ریشه مانند یک مانع آپوپلاستی و سیم پلاستی انتقال فلز عمل کرده و منجر به کاهش انتقال فلز به بخش­های هوایی گیاه می­شود. علاوه بر ممانعت انتقال فلز توسط ریشه، گیاه استراتژی­های دیگری را نیز برای کاهش اثرات مضر تنش به کار می­گیرد.فلزسنگینآلومینیومبهطورفعالازغشای تونوپلاستیعبورکرده،درواکوئل­هایسلول­های ریشه انباشته می­شود. این امر انتقال آلومینیوم را به بخش هوایی کند می­کند و موجب انباشت مقادیر بیشتری از این فلز در ریشه­ها نسبت به اندام هوایی می­شود. ازدیگر راهکارهای گیاه پیوند فلز آلومینیوم به دیواره سلول می­باشد که منجر به کاهش تجمع فلز و در نتیجه به حداقل رساندن اثرات تنش در بخش هوایی گیاه می­شود[11]. اندازه­گیری جداگانه میزان آلومینیوم سیم پلاستی و آپو پلاستی مشخص نمود که گیاه حجم بیشتری از آلومنیوم را در دیواره سلولی خود به دام انداخته و برای غیر متحرک­سازی آن، از این راهکار استفاده نموده است .در بررسی واجذب آلومینیوم از ریشه­های تیمار شده، مشخص شد که واجذبی رخ نداده و ریشه همچنان به جذب آلومینیوم ادامه داد که این توان بالای مکان های متصل شونده به آلومینیوم را در دیواره گیاه نشان می­دهد.

مطالعه روند جذب آلومینیوم توسط زیتوده خشک گیاه، افزایش غلظت آلومینیوم در تیمار زیتوده­های خشک گیاه را متناسب با افزایش غلظت آلومینیوم عرضه شده نشان داد. این امر مبین توان این گیاه برای جذب آلومینیوم حتی توسط زیتوده خشک آن است.

اندازه­گیریpHمحلول حاوی زیتوده خشک، روند کاهش pH در طول تیمار را نشان می­دهد که احتمالا به دلیل اتصال آلومینیوم به گروه کربوکسیل پکتین دیواره و آزاد­سازی پروتون آن و رها شدن در محیط می­باشد. اندازه­گیریECمحلول حاوی زیتوده­های خشک و افزایش آن متانسب با غلظت تیمار، نشان از تبادلات یونی بیشتر در غلظت­های بالاتر دارد و در

راستای کاهش pH محیط می­باشد. 

[1]     شکوهی خدیجه، قناتی فائزه، (1386). تاثیر آلومینیوم بر کاهش رشد و تغییر در ترکیبات دیواره سلول­های توتون، نشریه علوم (دانشگاه خوارزمی) 864-855.

[2]     نعمتی فرنوش، قناتی فائزه، (1387). بررسی تاثیر آلومینیوم بر فعالیت سیستم آنزیمی آنتی اکسیدان بر قلمه­های ریشه­دار گیاه لیسیانتوس

[3]     نوریه، م. (1394). نقش فسفر در تحمل به آلومینیوم در گیاه لیسیانتوس (Eustomagrandiflora L.). پایان نامه کارشناسی ارشد. دانشگاه تربیت مدرس، دانشکده علوم زیستی.

[4]      Brunner, I., &Sperisen, C.(2014). Aluminum exclusion and aluminum tolerance in woody plants. EcopHysiology of root systems-environment interaction, 96.

[5]      Devi, S. R., Yamamoto, Y., & Matsumoto, H. (2003). An intracellular mechanism of aluminum tolerance associated with high antioxidant status in cultured tobacco cells. Journal of Inorganic Biochemistry, 97(1), 59-68.

[6]      Ghanati, F., Morita, A., & Yokota, H. (2002).Induction of suberin and increase of lignin content by excess boron in tobacco cells. Soil Science and Plant Nutrition, 48(3), 357-364.

[7]      Ghanati, F., Morita, A., & Yokota, H. (2005).Effects of aluminum on the growth of tea plant and activation of antioxidant system. Plant and soil,276(1-2), 133-141.

[8]      Gressel, J. and Galun, E. (1994) Genetic controls of pHotooxidant tolerance. In: C.H., Foyer,Mullineaux, P.M. (Eds.): Causes of PHotooxidative Stress and Amelioration of Defence Systems in Plants. CRC Press Boca Raton: 237-274.

[9]      Huang, D., Ou, B., & Prior, R. L. (2005). The chemistry behind antioxidant capacity assays. Journal of agricultural and food chemistry, 53(6), 1841-1856.

[10]  Jiang, M. and Zhang, J. (2001) Effect of abscisic acid on active oxygen species, antioxidativeefencesystem and oxidative damage in leaves of maize seedlings. Plant Cell PHysiology 42: 1265- 1273

[11]  John, R., Ahmad, P., Gadgil, K., & Sharma, S. (2012). Heavy metal toxicity: Effect on plant growth, biochemical parameters and metal accumulation by Brassica juncea L. International Journal of Plant Production, 3(3), 65-76.

[12]  Konishi, S., Miyamoto, S. and Taki, T. (1985)Stimulatory effects of aluminum on tea plants growth under low and high phosphorus supply. Soil Science and Plant Nutrition 31:361-368.

[13]  Kuo, M. C., & Kao, C. H. (2003). Aluminum effects on lipid peroxidation and antioxidative enzyme activities in rice leaves. Biologiaplantarum, 46(1), 149-152.

[14]  Li, X. (2012). Improved pyrogallol autoxidation method: a reliable and cheap superoxide-scavenging assay suitable for all antioxidants. Journal of agricultural and food chemistry, 60(25), 6418-6424.

[15]  Matsumoto, H., Hirasawa, E., Torikai, H., & Takahashi, E. (1976).Localization of absorbed aluminium in pea root and its binding to nucleic acids. Plant and Cell PHysiology, 17(1), 127-137.

[16]  Pardo, F., &Imperato, F. (2006). Common hydroxyanthraquinones in alleviation of aluminium toxicity in plants.PHytochemistry: Advances in Research, Research Signpost, Trivandrum, India, 137-147.

[17]  Sandalio, L. M., & Del Río, L. A. (1988). Intraorganellar distribution of superoxide dismutase in plant peroxisomes (glyoxysomes and leaf peroxisomes). Plant pHysiology, 88(4), 1215-1218.

[18]  Soares, A. A., de Souza, C. G. M., Daniel, F. M., Ferrari, G. P., da Costa, S. M. G., &Peralta, R. M. (2009). Antioxidant activity and total pHenolic content of Agaricusbrasiliensis (AgaricusblazeiMurril) in two stages of maturity. Food chemistry,112(4), 775-781.

[19]  Velikova, V., Yordanov, I., &Edreva, A. (2000). Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants: protective role of exogenous polyamines. Plant Science, 151(1), 59-66.

[20]  Yamamoto, Y., Kobayashi, Y., Devi, S. R., Rikiishi, S., & Matsumoto, H. (2003). Oxidative stress triggered by aluminum in plant roots. InRoots: The Dynamic Interface between Plants and the Earth(pp. 239-243).Springer Netherlands.